EXAO CALIBRATION, VERNIER & TEXAS INSTRUMENT

Toujours dans le chapitre de seconde : "la cellule unité du vivant",notion d'autotrophie et d'hétérotrophie, une expérience classique : la respiration des levures. L'expérience que je montre ici est simplissime dans sa réalisation. En effet, j'ai simplement utilisé une sonde à dioxygène pour mesurer la concentration en oxygène du milieu. On utilise une solution de levure à [ C ]= 10 gl^-1 mise à buller afin de les affamer pour le moment du TP ( 24 heures à l'avance) . Le substrat de la respiration sera du glucose à 0.5 Molaire. Le volume de notre cuve étant conséquant ( 20 à 30 ml ), l'injection de glucose sera de 0.6 à 0.7 ml . aperçu du résultat : Nous avons travaillé en nuage de points ( car c'était le désir de l'enseignant ) Dans la notion d'autotrophie & d'hétérotrophie, la rigueur expérimentale réclamerait de faire cette expérience en présence d'une source lumineuse, afin de bien démontrer que ça n'est pas un facteur limitant pour la respiration des levures. Dans ce cas comme dans l'expérience avec les euglènes, il faut mettre un capteur luxmètre pour montrer les phases éclairées et non éclairées. Le bioréacteur est le même que celui utilisé pour les euglènes aperçu du montage expérimental : A noter qu'aujourd'hui, nous avons travaillé sur PC. Pendant que nous faisions l'expérience de respiration un de mes collègues travaillait avec un deuxième capteur ( une sonde pH ) pour mesurer les valeurs des solutions qu'il était en train de réaliser. Cette remarque est totalement hors sujet, mais attire votre attention sur un des points forts de ce matériel: la souplesse . Une expérience se réalise mais pendant ce temps vous pouvez également en réaliser une autre totalement indépendante. Ainsi, au laboratoire deux personnels de labo peuvent travailler ensemble sur deux TP différents tout en ne sortant qu'une seule machine une seule interface. Le gain de place permet de manipuler sereinement les solutions autour du matériel informatique.

Dans le cadre du programme de seconde le chapitre " La cellule unité du vivant " permet d'aborder l'étude microscopique de microorganisme et leurs besoins nutritionnels. Ainsi, on peur aborder la notion d'hétérotrophie pour le carbone avec les levures ( champignons unicellulaires ) et la notion d'autotrophie pour le carbone avec les euglènes ( les euglènophytes sont des protistes unicellulaires qui peuvent parfois être équipés d'un chloroplaste ) Nous utilisons donc les euglènes pour mettre en évidence un métabolisme autotrophe et démontrer qu'en présence de lumière et de CO_{2 , ces organismes sont capables d'une activité photosynthétique.} Avec notre ancien système EXAO nous disposions d'un bioréacteur fourni avec le matériel. Ce dispositif, très bien pensé a pour inconvénient majeur, son prix : 311 euros Notre nouveau matériel EXAO ne propose pas de bioréacteur. On peut donc si on le désire utiliser les bioréacteurs de notre ancien fournisseur, ou trouver un récipient adapté à notre expérience en l'équipant d'un agitateur magnétique. ( coût le plus économique 90 euros ,jusqu'à 150 à 200 euros ) Un des facteurs qui nous limitent le plus souvent dans nos expériences est qu'il faut la plupart du temps travailler san interface d'air entre le milieu expérimental et l'extérieur. Nous avons donc essayé de prendre un petit flacon de culture IN VITRO afin de le transformer en BIOREACTEUR !!! Nous avons percé le bouchon au diamètre de notre sonde et avons fait un petit trou auxiliaire car nous avons souvent des réactifs à ajouter au milieu réactionnel. Le fond du récipient étant plat, nous pouvons utiliser un petit turbulent avec un agitateur magnétique. Nous pouvons également équiper notre bioréacteur d'un cache permettant de faire l'obscurité ( très pratique pour la photosynthèse ) Et voici maintenant un résultat expérimental obtenu cet après midi sur un macbook pro: apperçu de la solution d'euglène dans le bioréacteur : apperçu du dispositif expérimental :

Revenons aujourd'hui sur une expérience d'électrophysiologie : observation de l'activité electrique de deux muscles antagonistes : Nous pouvons avec ce matériel acquérir une vidéo de l'expérience en même temps que l'on enregistre le résultat expérimental . On peut même faire démarrer l'expérience en déclanchant l'enregistrement vidéo . Une précision à ce niveau ; seul notre matériel mac nous permet une telle manipulation. En effet les macs dont nous disposons sont équipés de webcam intégrées ou de port firewire qui permettent l'intégration d'un camescope numérique. Nous avons fait l'essai avec des PC équipé de webcam, mais les ressources prises en USB 1) par l'interface 2) par la webcam faisaient planter le PC. Pour être rigoureusement honnête, je ne parle pas de génération de matériel équivalente : les PC sont des portables vieux de quatre ans ( équipé de processeur centrino à 1.6 GHZ ) tandis que les mac sont des macbook pro équipé d'un processeur intel core duo à 2 GHZ ) Cependant il faut reconnaître que faire de la vidéo sur un PC réclame plus de ressource que sur un mac. regardons ce que l'on peut obtenir comme résultat : Nous sommes ici devant un résultat final. ( Au passage, résultat obtenu sur mac et visualisé sur mon PC car je n'ai pas de mac . Le passage de résultat entre mac et pc est donc complètement transparent) Ce qui pédagogiquement parlant, devient TRES intéressant ; c'est la fonction playback. c'est la petite fenêtre en bas à droite de l'expérience . Mettons nous en situation ; vous avez fait votre TP, vous êtes désormais en cours et vous voulez faire un bilan de l'expérience. Avec la fonction playback, vous pouvez visualiser le film de l'expérience tout en revoyant en direct l'expérience se dérouler. vous pouvez accélérer le film et l'expérience ou bien les ralentir et surtout vous pouvez faire une pause quand vous le désirez. deuxième pause dans la visualisation : Le résultat ainsi sauvegardé peut être préservé dans une base de donnée d'expérience.

Dans le cadre du programme de première S : du génotype au phénotype , les enzymes sont des catalyseurs biologiques, une expérience régulièrement réalisée consiste à tester une gamme de concentration de substrat avec une enzyme compatible. Beaucoup de TP sont proposés, dans mon cas, j'ai l'habitude de travailler avec une gamme de solutions de glucose et une enzyme : la glucose oxydase . On peut donc en partant de solutions très faiblement concentrées puis en allant vers des solutions de plus en plus concentrées observer la vitesse à laquelle le produit est formé. la réaction est la suivante : glucose + O₂ -glucose oxydase > gluconolactone + H₂O₂ donc par extrapolation, lorsqu'on utilise une sonde à dioxygène, on peut considérer que lorsqu'une mole de dioxygène est consommée, une mole de gluconolactone est formée . Bien d'autres manipulations sur ce principe peuvent être envisagées, on peut faire évoluer la vitesse de réaction en fonction de la nature du substrat, ( saccharose, maltose, lactose ) ou encore en fonction du pH ou encore de la température. voici donc un résultat brut obtenu en travaillant sur une gamme de concentration de solution de glucose : 0 ( H₂O ); 0,01M; 0,025M; 0,05M;0,1M;0,25M; 0,5M. J'ai travaillé dans un bioréacteur JEULIN dont j'ai agrandi l'orifice afin que ma sonde à dioxygène puisse rentrer. 15 ml de solution de glucose, ajout de 0.2 ml de solution de glucose oxydase ( pincée de GOD dans 20 ml d'eau distillée ) une fois ce résultat obtenu, à l'aide de l'outils de régression linéaire il est possible d'estimer la pente de chaque courbe, donc de chaque concentration et donc toujours par extrapolation la vitesse de réaction en fonction de la concentration. Bon d'accord, vu comme ça c'est un peut être un peu fouilli ... J'ai souligné en rouge la série correspondant à une concentration de substrat donné. J'ai encadré en jaune la vitesse de réaction symbolisée par la pente de chacune de mes courbes. OD /1 : eau distillée OD / 2 : 0.01 M OD / 3 : 0.025M etc... Il suffit ensuite d'aller dans un tableur afin de tracer la courbe cinétique Vi = f ( [ C ] ) A noter que sur ce TP ma fréquence d'échantillonnage est rapide 5 à 10 mesures par secondes ( si mes souvenirs sont exacts ) je n'ai pas de "saute" de la sonde O2 . Par contre il m'ait déjà arrivé d'avoir une dissipation des points de ma sonde à dioxygène ( sur un dixième de milligramme environ ) tout le long de l'expérience, ce qui n'altère pas l'allure général de la courbe. Cependant le résultat est du coup beaucoup moins joli... Je n'ai pas d'explication à donner à ce sujet, en effet la sonde O2 fonctionne puisqu'elle traduit l'évolution d'O2. Peut être un parasitage dû à un manque d'isolation des alimentations de mes portables. Cela peut arriver aussi bien sur mac que sur PC.... si quelqu'un a une idée ?

En terminale spécialité actuellement, nous abordons la réaction de Hill. Réaction mettant en évidence le rôle de la chlorophylle et plus précisément des thylacoïdes dans la capture des photons puis de la transformation de l'énergie lumineuse en énergie chimique. Cette expérience sur mon ancien système EXAO fonctionne bien. C'est un TP que je fournie "clé en main" avec une bonne assurance sur le résultat. J'essaye désormais de le mettre en oeuvre sur le matériel texas instrument. Globalement, j'obtiens des résultats exploitables. Cependant des zones d'ombres persistent, qu'il faudra éclaircir. Ce matin donc pendant qu'une classe de spé fonctionnait sur le matériel classique, j'ai fait ( deux fois ) le TP avec le même matériel biologique. Première expérience : Tout le matériel d'extraction est au froid : mortier pilon, éprouvette becher et entonnoir tampon phosphate saccharose, le ferricyanure de potassium ( oxydant de notre réaction redox ) je décide de ne pas étalonner la sonde O₂ . Je dispose sur l'interface d'une sonde luxmètre et de la sonde à dioxygène. résultat brut obtenu sur dix minutes : la courbe rouge correspond à l'O₂ , la bleue au luxmètre. à t= 100 s j'allume mon projecteur diapo. premier soucis, j'oublie que ma solution de chloroplaste est cachée sous un papier alu... à t= 160 s j'injecte le ferricyanure ce qui à mon sens provoque les "bavures" de la sonde o2. Je travaille dans une petite bouteille en verre blanc transparent à goulot étroit qui laisse à peine passer ma sonde O2. J'agite mon milieu à l'aide d'un petit turbulent et d'un agitateur magnétique. J'ai donc injecté le ferricyanure tout à coté de ma sonde O2. à t=250s je m'aperçois ( enfin !) que ma solution est encore cachée sous le papier alu, que j'enlève... j'ai donc la production d'o2 attendue. petite précision:le cache du luxmètre est indépendant de celui de ma solution de chloroplaste, ce qui explique qu'on voit la présence de lumière car le cache du luxmètre lui, je ne l'ai pas oublié... puis à 420 s je recache ma solution de chloroplaste. Conclusion : Globalement, je peux dire que sans mon erreur, la réaction est mise en évidence . Ce qui est génant , ce sont toutes les bavures de la sonde O2. Selon une de mes collègues qui dispose du même matériel, c'est ma fréquence d'échantillonage sur la sonde O2 qui est trop importante. En effet je travaille avec un taux d'échantillonnage de deux mesures par seconde, alors que lui travaille sur un taux d'échantillonnage de une mesure toute les dix secondes. Malgré tout, grâce au logiciel le résultat brut peut être nettoyé : aspect de la courbe après "nettoyage" des données abérantes : J'ai donc décidé de refaire l'expérience, mais cette fois en étalonnant ma sonde O2 : le protocole reste le même. cependant cette fois ci j'ai décidé d'injecter le ferricyanure en premier à t = 100 s puis d'allumer la lumière ( pour mettre en évidence le fait que la réaction d'oxydoréduction ne peut se faire qu' en présence de lumière ) résultat obtenu : Je me suis apperçu en allumant la lumière que mon projecteur diapo était trop loin de ma solution de chloroplaste. Je l'ai donc rapproché ( le trait vertical au niveau du luxmètre ) ensuite j'obtiens bien la libération d'O2 attendue , puis à l'arrêt du projecteur l'arrêt de libération d'O2. Cependant j'ai toujours ces abérations sur l'enregistrement de la sonde à dioxygène malgré mon étalonnage. Il faudra donc que je teste un échantillonnage plus lent. résultat obtenu après "nettoyage" de la courbe : J'obtiens un résultat exploitable. Cependant il faut encore expérimenter un échantillonnage plus lent pour voir si mon enregistrement de dioxygène devient plus propre j'ajoute ici un résultat donné par éric Lejean du même TP. Si je l'ajoute c'est pour montrer une approche différente de la visualisation du résultat ( avec le même matériel cependant ) La visualisation se fait par nuage de point et la visualisation des pentes se fait par le biais de l'outil de régression linéaire.